编者注：傅若农教授生于1930年，1953年毕业于北京大学化学系，而后一直在北京理工大学(原北京工业学院)从事教学与科研工作。1958年，傅若农教授开始带领学生初步进入吸附柱色谱和气相色谱的探索;1966到1976年文化大革命的后期，傅若农教授在干校劳动的间隙，系统地阅读并翻译了两本气相色谱启蒙书，从此进入其后半生一直从事的事业——色谱研究。傅若农教授是我国老一辈色谱研究专家，见证了我国气相色谱研究的发展，为我国培养了众多色谱研究人才。

 

第一讲：傅若农讲述气相色谱技术发展历史及趋势

第二讲：傅若农：从三家公司GC产品更迭看气相技术发展

第三讲：傅若农：从国产气相产品看国内气相发展脉络及现状

第四讲：傅若农：气相色谱固定液的前世今生

第五讲：傅若农：气-固色谱的魅力

第六讲：傅若农：PLOT气相色谱柱的诱惑力

第七讲：傅若农：酒驾判官—顶空气相色谱的前世今生

第八讲：傅若农：一扫而光——吹扫捕集-气相色谱的发展

第九讲：傅若农：凌空一瞥洞察一切——神通广大的固相微萃取（SPME）

第十讲：傅若农：扭转乾坤—神奇的反应顶空气相色谱分析

前言

　　脂质是一类自然界存在的疏水或两性、难溶于水而易溶于非极性溶剂的有机物小分子，存在于大多数生物体系中。脂质是细胞膜的骨架物质和第二能量来源，还参与细胞的许多重要功能，人类许多重大疾病都与脂质代谢紊乱有关，如糖尿病、肥胖病、癌症、阿兹海默症、以及一些传染病等，

　　作为代谢组学的重要分支之一，脂质组学(Lipidomics)的研究对象是生物体的所有脂质分子，并以此为依据推测其它与脂质作用的生物分子的变化，进而揭示脂质在各种生命活动中的重要作用机制。脂质组学是总体研究和这些疾病有关的脂质化合物，找到昭示这些疾病的生物标记物。

　　2005年国际上把组织、细胞中的脂质分子分为8大类(J Lipid Res 2009,50(Supp);9-14)，有明确结构的脂质化合物已经有38000个(BMC Bioinformatics 2014, 15(Suppl 7):S9)，这8类脂质分子见表1。

表 1 8大类脂质分子

类别	缩写	数据库中的结构数量
脂肪酰类(Fatty acyls)	FA	2678
甘油脂类(glycerolipids )	GL	3009
甘油磷酸脂类(glycerophospholipids)	GP	1970
鞘脂类(sphingolipids )	SP	620
固醇脂类(sterol lipids )	ST	1744
异戊烯醇脂类(prenol lipids ()	PR	610
糖脂类(saccharolipids )	SL	11
多聚乙烯类(polyketides )	PK	132

　　在过去，由于技术限制人们难以分析数量巨大的脂质分析，因为多种脂质代谢产物的物理性质需要大批纯化系统、分离的复杂技术操作。2003年韩贤林等继基因组学、蛋白质组学等之后提出脂质组学(lipidomics)(Han X et a1.J Lipid Res，2003，44：1071)，脂质组学的发展推动了新分析平台的研发，特别是在质谱法领域，该方法已使这些操作合理化，并且已允许更多的脂质分子得到非常详细的分析。

　　脂质存在于细胞、细胞器和细胞外的体液如血浆、胆汁、乳、肠液、尿液中。若要研究某一特定部位的脂质，首先要将这部分组织或细胞分离出来。由于脂质不溶于水，通常采用有机溶剂进行萃取。传统的萃取剂是氯仿、甲醇和水的混合液。所需的样品在这种混合液中提取所有脂质，向提取液中加入过量的水使之分成2个相，上面是甲醇和水，下面是氯仿。脂质就留在氯仿相，蒸发浓缩后，使之干燥就得到所需的脂质。这种脂质提取方法，能够提出组织样品中的总脂。这种方法降低了脂质的损失率，操作简便，而且提取效果较好。对于只检测总脂中的部分脂质，固相萃取(SPE)是一种较好的方法，利用固体吸附剂将液体样品中的目标化合物吸附，与样品的基体和干扰物分离，然后再用洗脱液洗脱或加热解吸附，达到分离和富集目标化合物的目的。固相萃取技术设备要求低，操作简单，能快速分离组分复杂及含量低的样品。当然由于化学分析样品前处理技术的发展，有许多其他可用的样品前处理方法。

　　总体上对脂质组学的研究Chin Chye Teo等归纳为如下的工作流程，第一步就是对样品的处理。

1、脂质组学研究的工作流程

　　根据Chin Chye Teo的综述报告(Chin Chye Teo et al,TrAC,2015,65:1-18)，脂质组学研究的工作流程如下表1.

表1 脂质组学研究的工作流程

从患者得到脂质组学研究的样品
液体	固体
体液，泪水，血清，血浆，尿液 （低温保存样品）	细胞，组织，器官
对上述样品进行萃取方法
对极性化合物，单独的有机化合物进行： 液-液萃取，固相萃取	对能源性物质进行：加压液相萃取，微波辅助萃取，超声辅助萃取
萃取得到的脂质化合物
使用色谱方法分离：气相色谱，液相色谱，电泳	不使用色谱方法分离：直接进样，成像
上述分离或未分离样品进行质谱分析
质谱分析的接口	质量分析器
电子轰击电离（EI），电喷雾电离（ESI），化学电离（CI），大气压（APCI）化学与电离,基质辅助激光解析电离（MALDI）	四级杆飞行时间质谱（qTOF）,三重四级杆质谱（ qqq）,轨道阱质谱（Orbitrap）
质谱原始数据语预处理 （利用商品或自制软件）
分类和脂质鉴定（使用各种资源如LIPID maps,Lipid Bank,Lipid Blast）
判定在疾病中的机制/在疾病演化中的作用
为进一步诊断找出生物标记物（预防），提供药物治疗的指导

2、脂质组学的样品制备

　　本文只讲脂质组学的样品制备，Chin Chye Teo等总结了近年在脂质组学研究中使用的样品处理方法，见表2.

表2 脂质组学研究中的样品处理方法比较(Chin Chye Teo et al,TrAC,2015,65:1-18) 

萃取方法	临床样品类型 （生物液体或固体）	优点	缺点	原文文献编号
单一有机溶剂萃取（SOSE）	血清（生物液体）   皮肤（固体）	容易完成 萃取时间短 成本低 低温适于热敏感化合物 无需外部能量	使用有毒有机溶剂 分析时难以摆脱使用有机溶剂	1.2   3
液-液萃取（LLE）	眼泪（生物液体） 血清（生物液体） 血浆（生物液体） 尿液（生物液体） 滑液（生物液体） 动脉粥样硬化血小板（生物液体） 皮肤（固体） 组织（固体）	易于建立的方法 容易完成 设备便宜 萃取时间短 使用廉价溶剂（如甲醇，水） 低温适于热敏感化合物 无需外部能量 萃取时间短	使用大量有毒有机溶剂 常使用超过一种类型的溶剂 需要排除溶剂以免影响分析	2 4,9-13 5,14-22 8,23 7 24   25-27 28,29
固相萃取（SPE）	血清（生物液体） 血清（生物液体） 血浆（生物液体） 眼（固体） 皮肤（固体）	容易完成 清除干扰基体 EPE的选择 低温适于热敏感化合物 萃取时间短	SPE萃取小柱比较贵 需要洗掉有机溶剂以免影响分析 使用有毒有机溶剂 分析时难以摆脱使用有机溶剂	1,12 2 30 26 3,27
固相微萃取（SPME）	肺（固体） 头发（固体）	容易完成 可与GC和GC xGC 联用 对挥发性化合物可以进行顶空气相色谱 有毒溶剂消耗量少 低温适于热敏感化合物 无需外部能量 萃取时间短	萃取头比较贵 需要洗掉有机溶剂以免影响分析 分析时难以摆脱使用有机溶剂	31 32
超临界流体萃取（SFE）	血浆（生物液体）	容易完成 萃取时间短 对非极性化合物萃取效率高 CO2可循环使用 温度压力可控 可加改性剂提高萃取液极性和效率	要精心操作 设备昂贵	33
微波辅助萃取（MAE）	血浆（生物液体） 皮肤（固体）	容易完成 萃取时间短 萃取效率高 萃取溶剂消耗量少 温度压力可控	需要冷却防止溶剂逃逸 购买设备费用高	34   35
超声辅助萃取（UAE）	血（生物液体）	容易完成 萃取时间短 萃取溶剂消耗量少 温度压力可控	听力会受损 要使用有毒有机溶剂 会吸入有害溶剂 需要外部能源 购买设备费用高 提高温度会使化合物降解	36,37

3、脂质组学的溶剂萃取

　　液-液萃取是脂质组学研究中使用最为普遍的方法，这一方法是使用两种互不混溶的有机溶剂——使用最多的是氯仿、甲醇和水——为了对关键脂质类得到最大的萃取效率，从磷脂类和糖脂类到脂肪酸，三酰基甘油类(TAGs)、二酰基甘油类(DAGs)。最初使用的是Folch 脂质萃取法(氯仿/甲醇/水为 8:4:3 v/v/v)，之后有Bligh 和 Dyer脂质萃取法(氯仿/甲醇/水为 1:2:0.8 v/v/v)。

　　(1)Folch 脂质萃取法(Folch et al., J Biol Chem 1957, 226： 497)

　　把样品组织用2:1氯仿/甲醇均一化，最后的溶剂体积是组织的20倍(20mL 溶剂里有1g样品)，分散均匀后于室温下把混合物在轨道振荡器上震动15-20min。均匀混合物经漏斗中折叠滤纸过滤，或进行离心处理，回收液相。

　　液相溶剂用0.2体积的水(20 mL液相使用4 mL水)，最好使用0.9%的NaCl溶液洗涤，涡旋几秒后在低速离心机(2000 rpm)上离心混合物，用虹吸方法弃去上层液相，用以分析神经节糖苷或小分子有机极性化合物，如需要(需移去标记分子)，用1:1甲醇/水洗涤交界处的有机相两次，无需混合全部制备物。

　　经离心分离后虹吸掉上面的液相，下面含有脂质的氯仿在旋转蒸发器中真空蒸发，或用氮气吹拂到2-3 mL体积。

　　(2)Bligh 和 Dyer脂质萃取法(Can J Biochem Physiol 37:911-917)

　　a. 每1 mL 样品加入3.75mL 1:2(v/v) CHCl3:CH3OH 很好涡旋，如果要进行GC 分析，溶剂中要含有内标(如0.5μg谷甾醇)

　　b. 然后加入1.5mL CHCl3很好涡旋

　　c. 最后加入1.25mL蒸馏水很好涡旋

　　d. 在1000rpm离心机中室温下离心5min，得到一个两相分离(上层为水相，下层为有机相)的液体

　　e. 回收有机相：用一个巴斯德吸管(Pastuer pipette)通过上层水相，轻微施加正压避免上层水相浸入吸管，吸管口到达离心管底部，吸取下层有机相溶液的90%到吸管中。

下表列出不同样品容积需要加入的试剂量

　　如果你要得到干净的底部的有机相溶液，就要用上层“真正”的上层液相洗涤有机相溶液，方法如下：

　　a 制备“真正”的上层液相：取一个大的玻璃管，或者几个常规玻璃管，以水代替样品胺上述方法进行萃取操作，把几个管子中的上层水相合并在一起备用。

　　b 把上述第5步得到的底层溶液倒入一个玻璃管中，然后加入适量(样品+蒸馏水的体积)“真正”的上层液相。比如你是1 mL样品就加入2.25mL“真正”的上层液相。

　　c 好好地涡旋，离心，收集下层相。

　　Cui等的改进Bligh 和 Dyer脂质萃取法(Cui L，e al, PLoS Negl Trop Dis，2013，7：e2373)：

　　900µL氯仿-甲醇(1:2)加入到100 µL样品中，进行涡旋，在4°C下保温，然后加入300µL氯仿和300µL双重蒸馏水，以9000 rpm离心2 min，脂质物在离心管底部的有机相中，然后加入500 µL氯仿在4°C下进行涡旋20 min。从有机相中回收脂质物并与前次得到的脂质物合并，脂质萃取物经真空干燥后于−80°C下存放备用。

　　多少年来人们使用类似于上述方法进行脂质的萃取，例如：李国琛等在脂质组学研究中也采用Bligh 和 Oyer法萃取磷脂，并作适当改进.他们的方法是：

　　称取100 mg鱼肉样品，加入400 p,L甲醇/氯仿(体积比2：1)，涡旋混匀后，于一30℃放置过夜.取出后于4℃以10000 转速离心5 min.将上清液转出，在残渣中加入200 mL甲醇/氯仿(体积比2：1)再次提取，将2次所得上清液合并.在上清液中先后加入100 mL氯仿及100mL水，离心后，将磷脂所在的氯仿相与水相分离.采用真空离心蒸发浓缩器干燥氯仿相(温度不超过45℃，下同)，将干燥后的样品于一30℃保存备用.(高等学校化学学报，2010,31(2)：269-273)

　　人们为了提高某些脂质种类的萃取效率，改变氯仿/甲醇/水的比例，并加入一些其他添加剂，如乙酸、盐酸等，探索改进萃取各类脂质化合物的得率，如酸性磷脂和脂肪酸。(Jensen S K, Lipid Technol，2008， 20： 280–281)。

HCl-Bligh萃取法步骤：

　　为了更好地萃取生物样品中的脂肪酸，使用加盐酸的HCl-Bligh萃取法：取0.6 g均匀好的样品装入10-ml 带盖的培养试管中，加如1 ml 3M HCl，在80℃水浴上加热1 h，之后加入1.50 ml甲醇和1.00 ml氯仿，以及17:0脂肪酸内标，把混合物摇震1 min，然后加入ELGA-纯水系统制备的纯水1.00 ml 和2.00 ml氯仿，把试管振荡1 min，然后在3000 rpm离心机上进行离心处理5 min。把1 ml氯仿相进行甲基化，用氮气把氯仿蒸发掉，加入0.8 ml NaOH/甲醇溶液，把试管充满氮气，密封在100 ℃下烘箱中15 min，冷却后加入1 ml BF3溶液，密封在100 ℃下烘箱中45 min。在冷却后加入2 ml辛烷和4 ml饱和NaCl溶液，把混合物进行涡旋，在3000 rpm离心机上进行离心处理10 min。用1μL 样品进行气相色谱分析。

　　根据Jensen的研究，认为此方法可以对脂肪酸的萃取率提高15%，对多不饱和脂肪酸的萃取率可提高30-50%。

　　由于氯仿的毒性大人们就用二氯甲烷来代替氯仿(J Agr Food Chem,2008,56:4297-4303)，之后就有许多研究者效仿用以萃取临床样品，包括生物液体，如血清/血浆，尿液和固体样品，如皮肤和动脉粥样硬化血小板(表中文献4,5,8,9,10,14-17,23-25,28).

　　近几年也用甲基特丁基醚(MTBM )做萃取溶剂代替氯仿(Matyash et al. J Lipid Res. 2008，49 (5) ：1137–1146.)。Matyash 认为MTBM进行萃取快速而且可以得到干净的脂质，可以适合于自动进行鸟枪法得到脂质轮廓。因为MTBM的密度低，水相和有机相分开时，有机相在上层，这样简化了手机有机相的手续，减少了吸取的损失，不可萃取的基质小球处于离心管的底部，易于去除。严格的测试证明MTBM进行萃取对绝大多数脂质种类和“黄金标准”Folch 或 Bligh and Dyer萃取方法类似或更好。2013年中科院大连化学物理研究所许国旺和德国图宾根大学医学院的R Lehmannb使用MTBM进行萃取开创了一个从一小片肝脏或肌肉组织同时进行道谢组学和脂质组学的研究(J Chromatog A, 2013， 1298：9– 16)

　　人们的思路总是由简单到复杂，又由复杂回归到简单，所以脂质组学中的萃取方法，近来也有多种溶剂向单一溶剂发展， Stübiger G (表中文献1)就使用 Zhao Z等提出的单一溶剂萃取(SOSE)磷脂类脂质(J Lipid Res 2010;51:652)方法如下：

　　把500 mL甲醇加入到20 mL人血浆中，其中已经含有0.01% BHT(2,6-二叔丁基对甲酚)和0.5 mmol EDTA (用作抗氧化剂)和3mmol Pefablock(4-(2 aminoethyl) benzenesulfonylfluoride hydrochloride)用作磷脂酶的抑制剂，加入内标物，把样品激烈震荡1min，在冰浴中放置30 min，进行脂质的萃取，之后在10,000 rpm离心机上，离心5 min(4℃)，最后把离心管上面的液体小心滴转移到2 mL玻璃样品瓶中，在零下70℃保存备用。

4、固相萃取(SPE)

　　SPE 是十分成熟的样品预处理技术，使用装有固定相的小柱子和各种流动相选择性地保留与固定相有特定作用力的特殊种类分子。SPE的典型应用是和 SOSE 和 LLE相结合，作为一种附加的净化步骤或从生物液体或固体住址样品中富集某种特定种类的目标脂质(表中文献1,3,12,26,27)，市场有各种各样的萃取小柱供选择。供脂质萃取的SPE小柱有正相硅胶柱和反相柱(C8 和 C18)，以及离子交换柱(氨丙基柱)，硅胶柱和氨丙基柱多用于分离中性和极性脂质，利用改变洗脱溶剂以达到分离的目的。而C8 和 C18柱用于从水基样品中分离卵磷脂(PC)、脑苷脂、神经节糖苷和脂肪酸。

　　针对不同的脂质使用不同的SPE，如 Stübiger(表2文献1)在进行导致动脉粥样硬化的磷脂的研究中，使用C18 净化柱从血浆脂质萃取和富集体液氧化磷脂(OxPLs)，其步骤如下：

　　把脂质萃取液倒入微量制备高效固相萃取柱(mHP-SPE)C18 spin-columns (PepClean, Pierce)中，小柱事先用500mL MeOH：0.2%甲酸(70:30 重量比)洗涤，然后用700 mL MeOH:0.2%甲酸(82:18 重量比)洗脱一次，再用800 mL MeOH:0.2%甲酸(92:2 重量比)洗脱一次，最后小柱用500 mL 2-丙醇再生，以便从小柱中彻底清除脂质(即中性脂质)，净化后的纯度用薄层色谱检查，得到的氧化脂质用LC-ESI-MS/MS进行分析。

　　而Ruben t’Kindt进行皮肤神经酰胺的脂质组学研究中，则使用氨丙基硅胶小柱对脂质萃取液进行净化(表2文献3)，方法如下：

　　使用氨丙基硅胶小柱(100 mg, 3.0 mL)先用2 mL己烷洗涤，把已经干燥的脂质溶于300 μL 11:1 的己烷：异丙醇(v/v)中，用2 mL己烷/甲醇/氯仿(80/10/10 (v/v))洗脱神经酰胺，用氮气吹扫干燥，溶于300 μL异丙醇/氯仿(50/50)(v/v)中，进行HPLC/MS分析。

5、固相微萃取(SPME)

　　Pawliszyn 研究组在1991年发明了SPME，1993年出现了SPME的商品化产品，使之成为广泛使用的样品前处理技术。这一方法是集萃取、浓缩、解吸、进样于一体，它以固相萃取(SPE)为基础，保留了SPE的全部优点，排除了需要柱填充物和使用有机溶剂进行解吸的缺点。SPME是以涂渍在石英玻璃纤维上的固定相(高分子涂层或吸着剂)作为吸收(吸附)介质，对目标分析物进行萃取和浓缩，并在气相色谱进样口中直接热解吸(或用HPLC流动相冲洗到液相色谱柱中，甚至可以直接进行质谱分析)，这一技术适合于挥发性和半挥发性有机物的样品处理和分析。SPME有8大优点：1 操作简单，2 功能多样，3 设备低廉，4 萃取快捷，5 无需溶剂，6 可在线、活体取样，7 可自动化， 8 可在分析系统直接脱附。SPME可以对环境中的污染物进行检测，如：农药残留、酚类、多氯联苯、多环芳烃、脂肪酸、胺类、醛类、苯系物、非离子表面活性剂以及有机金属化合物、无机金属离子等，也可以用有类似特点的领域，如食品、医药、临床、法庭分析等方面。自然，在脂质组学中也会使用这一技术。

　　武汉大学曾昭睿研究组用自制的甲基丙烯酸丁酯/端羟基硅油萃取头，萃取肺组织中的长链脂肪酸(表2文献31)。F Pragst 利用SPME萃取头发中的脂肪酸乙酯和葡萄糖苷酸乙酯来诊断过度酗酒(表2文献32)。脂质中的脂肪酸都可以衍生化为酯类用SPME进行萃取。

　　SPME 的魅力在于它可以进行活体样品中萃取分析物，用于代谢组学和脂质组学的研究，对这一课题SPME的发明人 Pawliszyn 近年进行了阐述(Angew Chem， 2013, 125：12346 –12348;Anal Chem， 2014, 86：12022−12029)。分析脂质代谢产物中游离脂肪酸的示意图如下。

(Anal Chem， 2014, 86：12022−12029)

6、超临界流体萃取(SFE)

　　超临界流体具有特殊的理化特性，黏度为普通流体的1%～10%;扩散系数约为普通液体的10～100倍;密度比常压气体大100～1 000倍。因而超临界流体既有液体溶解能力大的特点，又有气体易于扩散和运动的特性，传质速率大大高于液相过程。所以从萃取效率和对环境友好都受到欢迎。最常用的超临界流体是超临界二氧化碳(SF-CO2)它的临界压力和温度低，只有7.4MPa和32℃。SF-CO2无毒易于从样品中排除，其极性与戊烷近似，很适于萃取疏水性化合物，如脂质化合物(J Chromatogr A 2007,1163:2-24)。为了分离极性化合物往二氧化碳中加入改性剂，如甲醇。过去更多的工作时从植物类物质中萃取脂质，但是近来已经扩展到从动物组织中萃取脂质，例如浙江大学药学院王龙虎利用江苏省南通市华安超临界萃取有限公司的 HA220-50-06 SFE装置萃取鸵鸟脂肪中的脂肪酸：萃取装置包括一个1 L 不锈钢萃取釜，两个1 L 分离器，一个注射泵，和一个冷凝装置。用压力调节器调节压力，用可调节温度的水浴控制温度，通过调节泵的频率来控制二氧化碳的流速。从液态二氧化碳钢瓶把二氧化碳送到萃取器中，并达到超临界状态，在分离器中调节压力和温度可把萃取出来的组分里出来。试验中取250 g鸵鸟脂肪组织用二氧化碳萃取5h，压力15–30 MPa，温度40–50℃，二氧化碳流速为15–35 L/h，用以考察萃取效果。(Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2011, 113, 775–779)。

　　但是SFE更重要的是萃取人干血浆斑点中的脂质分子，Uchikata等(表2文献33)比较了用SFE和液液萃取(Bligh 和 Dyer方法)磷脂的效果，证明SFE要比液液萃取方法对磷脂具有更好的选择性，包括磷脂酰胆碱(PC)、溶血性磷脂酰胆碱(lysoPC)、磷脂酰乙醇胺(PE)和神经鞘磷脂(SM)。国内在1995年就有类似研究(薄层扫描法测定蛋黄磷脂中PC、SM和LPC的含量­——路萍 赖炳森，药物分析杂志，1995，(13):231-232)，他们也是用SFE萃取之后进行薄层色谱分离。

7、微波辅助萃取(MAE)

　　微波辅助萃取(MAE)是利用微波能强化溶剂萃取效率，即利用微波加热来加速溶剂对固体样品中目标萃取物的萃取过程。MAE 可以快速高效地把样品及溶剂中的偶极分子在高频微波能的作用下，产生偶极涡流，离子传导和高频率摩擦，从而在短时间内产生大量的热量。偶极分子旋转导致的弱氢键破裂、离子迁移等加速了溶剂分子对样品基体的渗透，待分析成分很快溶剂化，使微波萃取时间显著缩短。

　　微波加热具有选择性微波对介电性质不同的物料呈现出选择性的加热特点，介电常数及介质损耗小的物料，对微波的入射可以说是“透明”的。溶质和溶剂的极性越大，对微波能的吸收越大，升温越快，促进了萃取速度。而对于不吸收微波的非极性溶剂，微波几乎不起加热作用。所以，在选择萃取剂时一定要考虑到溶剂的极性，以达到最佳效果。

　　MAE具有生物效应(非热效应) ，由于大多数生物体内含有极性水分子，在微波场的作用下引起强烈的极性震荡，从而导致细胞分子间氢键松弛，细胞膜结构电击穿破裂，加速了溶剂分子对基体的渗透和待提取成分的溶剂化。因此，利用MAE从生物基体萃取待分析的成分时，能提高萃取效率。(李核等，分析化学，2003,31(109)：126l～1268)

　　例如：万益群，吴世芳利用MAE萃取何首乌中的磷脂(分析测试学报，2008,27(7)：782—784)，方法如下：确称取约1.0 g何首乌样品于溶样杯中，加入20 mL萃取溶剂(氯仿与甲醇体积 比为1：2)，把溶样杯放入罐体中，组装好罐体后放入微波制样系统中，插入温度探针。设置萃取压力为安全压力(1.5 MPa)，萃取时间15 min，温度为45℃。微波萃取完毕后，将样品过滤。滤液用体积为滤液总体积l/4的8 g/L氯化钠溶液萃取2次，收集有机相。将有机相旋转浓缩至近干，用甲醇定容至10 mL。取样品溶液3 mL用甲醇稀释至10 mL，过0.45μm微孔滤膜，待测。

7、超声辅助萃取(UAE)

　　超声波为频率高于20kHz以上的声波，是一种机械振动在介质中的传播过程，在传播过程中，超声波与介质的相互作用，可以使超声波的相位和幅度等发生变化;功率超声波则会使介质的状态、组成、结构和功能等发生变化，超声萃取中的应用可分为两类：一类是频率高，能量低(一般小于1W/cm2)的检测超声波，其频率多以MHz为单位;另一类是频率低，能量高(通常为10—100 W/cmz)的功率超声波，其频率则以kHz为单位。UAE是一种重复性好、萃取质量高的方法，它不像MAE，不会让萃取系统的温度升高，不利于热稳定差的代谢物萃取。UAE还可以和液液萃取配合改进生物样品中脂质的萃取效率。例如上海交通大学药学院的刘玉敏等(Anal Bioanal Chem，2011， 400：1405–1417)成功地开发了UAE 和 LLE结合萃取人血清样品中的代谢产物，从而比单独使用液液萃取脂肪酸提高5–60%。Pizarro等使用类似的方法以MTBE作溶剂辅以UAE萃取人血中的脂质，比单纯使用MTBE的液液萃取可以多检出30%的脂质种类，MTBE-UAE萃取方法具有更好的重复性，相对标准偏差降低6%，脂质成分的回收率提高7成(表2文献36)。除去萃取生物液体外，UAE-LLE也用于萃取样品中的脂肪酸，例如哈尔宾医科大学的李颖等研究了用UAE-LLE萃取鼠的肝脏组织，考察了超声波功率、萃取溶剂、萃取容积、萃取时间等，结果表明萃取时间比Folch萃取法萃取脂肪酸从12 h 缩短到 20 min，回收率在87–120%之间。(J Chromatogr Sci， 2013;51:376–382)

8、其他可用的萃取方法

　　在化学分析样品处理中还有两种重要的样品前处理方法，即加速溶剂萃取(ASE)和基质固相分散萃取(MSPD)，可以用于脂质组学研究的样品前处理。

　　加速溶剂萃取(Accelrated Solvent Extraction, ASE)，这一方法是一种在提高温度和压力的条件下，用有机溶剂萃取的自动化方法。与其他液体萃取方法相比，其突出的优点是有机溶剂用量少、快速、回收率高。(牟世芬等，现代分析仪器，2001，(3)：18-20)。 Spiric A等使用ASE萃取鲤鱼肉中的脂肪酸谱和胆固醇含量，并与改进的索氏萃取法进行比较，表明ASE萃取方法是可用的。(Anal Chim Acta，2010， 672：66–71)。Jansen B等利用ASE从土壤中萃取脂质生物标记物，萃取效果和其他萃取方法一样(Appl Geochem ，2006， 21：1006–1015)。Balasubramanian R K等用ASE和其他方法进行了从海水微海藻细胞中萃取脂质的研究，表明ASE是一种可以使用的方法(Chem Engineering J，2013， 215–216：929–936)。

　　MSPD方法是1989年首次提出是用来处理动物组织样品的方法，样品与涂渍有C18等的各种聚合物载体的固相萃取材料一起研磨，得到半干状态的混合物并将其作为填料装柱，然后用不同的的溶液洗脱柱子，将各种待测物洗脱下来。其依据是采用脂溶性材料(C18)破坏细胞膜并将组织分散，C18充当分散剂。在硅胶固相萃取材料表面键合有机相，与传统方法使用砂子做吸附剂类似，在样品与固体材料搅拌的过程中，利用剪切力作用将组织分散。键合的有机相就像溶剂或洗涤剂一样，将样品组分溶解和分散在支持物表面。这大大增加了萃取样品的表面积，样品按各自极性分布在有机相中，如非极性组分分散在非极性有机相中，极性小分子与硅胶上的硅烷醇结合，大的弱极性分子则分散在多相物质表面。(乌日娜等，食品科学，2006,26(6)：266-268)。香港城市大学的Qing Shen等利用二氧化钛纳米颗粒作萃取剂，以基质固相分散萃取方法进行橄榄果的脂质组学研究，研究证明这一方法可以把磷脂从非磷脂中完全选择性地分离出来。(Food Research Int，2013， 54：2054–2061)。

表2中的文献 

1	Stubiger G, et al, Atherosclerosis, 2012,224:177–186.
2	Zhao Z, et al, J Lipid Res, 2010, 51:652–659
3	t’Kindt R, et al, Anal  Chem, 2012,84:403–411
4	Cui L, et al, PLoS Negl Trop  Dis，2013，7：e2373
5	Sandra K,et al, J  Chromatogr A，2010，1217：4087–4099.
6	Lam S M, et al, J Lipid Res, 2014,55: 289–298
7	Giera M, et al, Biochim  Biophys  Acta, 2012, 1821:415–424
8	Min H K, Anal  Bioanal Chem, 2011, 399:823–830.
9	Heilbronn L K, et al, Obesity，2013， 21：E649–E659
10	Hilvo M, et al, Int  J  Cancer 134 (2014) 1725–1733
11	Montoliu I, et al, Aging (Albany NY)，2014，6：9–25
12	Chen Y , et al, Clin. Chim. Acta， 2013，428： 20–25.
13	Zivkovic A M, et al, Metabolomics，2009，5：507–516
14	Chen F,et al, Biomarkers, 2011, 16:321–333
15	M. Ollero, et al, J. Lipid Res, 2011, 52:1011–1022
16	Shah V, Rapid Commun. Mass Spectrom, 2013, 27:2195–2200
17	Lankinen M, et al, PLoS ONE, 2009,4:e5258.
18	J. Graessler, et al, PLoS ONE,2009, 4:e6261
19	Lofgren L et al,, J  Lipid Res, 2012,53:1690–1700
20	Gurdeniz G, et al, PLoS ONE, 2013,8:e69589.
21	Zhou X, et al, PLoS ONE, 2012, 7:e48889.
22	Bui H H, et al, Anal  Biochem, 2012,423:187–194.
23	Kim H, et al, Analyst, 2008, 133:1656–1663.
24	Stegemann C, et al, Circ  Cardiovasc  Genet, 2011,4:232–242.
25	van Smeden J, et al, J  Lipid Res, 2011,52:1211–1221.
26	Acar N, et al, PLoS ONE,2012, 7:e35102.
27	Shin J H, et al, Anal Bioanal Chem，2014，406：1917–1932
28	Cheng H, et al, J  Neurochem, 2013,127:733–738.
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34	de Morais D R, et al, Rev  Bras  Hematol Hemoter，2010，32：439–443.
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